Fagaceae
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Quercus frainetto Ten.
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Fagaceae
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Quercus pubescens Willd.
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Fagaceae
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Quercus ilex L.
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Fagaceae
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Quercus virginiana (Ten) Ten.
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Fagaceae
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X
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LR
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Ranunculus acris L.
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Ranunculaceae
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Ranunculus appenninus (Chiov.) Pignatt
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Ranunculaceae
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Ranunculus ficaria L.
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Ranunculaceae
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Reseda lutea L. subsp.lutea
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Resedaceae
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Rhinanthus minor L.
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Orobanchaceae
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Robinia pseudoacacia L.
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Fabaceae
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Rosa canina L.
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Rosaceae
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Rosa sempervirens L.
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Rosaceae
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Rubia peregrina L.
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Rubiaceae
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Rubus caesius L
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Rosaceae
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Rubus canescens DC
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Rosaceae
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Rubus hirtus Waldst Kit
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Rosaceae
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Rubus ulmifolia Sch.
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Rosaceae
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Ruscus aculeatus L.
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Ruscaceae
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Salicornia patula Duval-Jauve
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Chenopodiaceae
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Salix alba L.
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Salicaceae
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Salix amplexicaulis Bory
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Salicaceae
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Salix purpurea L.
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Salicaceae
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Sambucus ebulus L.
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Caprifolaceae
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Sambucus nigra L.
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Caprifolaceae
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Sanguisorba minor Scop.
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Rosaceae
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Saponaria officinalis
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Caryophyllaceae
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Scabiosa columaria L
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Dipsicaceae
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Scabiosa uniseta Savi
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Dipsicaceae
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Scilla biflora L.
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Hyacinthaceae
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Scutellaria columnae All.
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Lamiaceae
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Senecio vulgaris L.
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Asteraceae
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Serapias lingua L.
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Orchidaceae
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x
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x
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Silene coronaria (L.) Clairv.
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Caryophyllaceae
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Silene vulgaris (Moench) Garcke
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Caryophyllaceae
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Smilax aspera L.
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Geraniaceae
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Solanum dulcamara L.
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Solanaceae
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Solanum nigrum L.
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Solanaceae
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Sonchus arvensis L.
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Asteraceae
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Sonchus asper (L.) Hill.
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Asteraceae
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Sorbus domestica L.
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Rosaceae
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Sorbus torminalis (L.) Grantz.
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Rosaceae
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Spartium junceum L.
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Fabaceae
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Stachys thirkei C. Koch..
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Lamiaceae
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Tamus communis L.
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Discoreaceae
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Taraxacum officinale Weber.
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Asteraceae
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Teucrium scordium L.
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Lamiaceae
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Thelypteris palustris Schott.
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Thelysteridaceae
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Typha minima Funk.
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Typhaceae
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x
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Typha latifolia L.
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Typhaceae
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Trifolium angustifolium L. subsp. angustifolia
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Fabaceae
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Trifolium arvense L.
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Fabaceae
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Trifolium echinatum M. Bieb.
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Fabaceae
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Trifolium incarnatum L.
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Fabaceae
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Trifolium nigrescens Viv.
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Fabaceae
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Trifolium pratens L.
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Fabaceae
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Trifolium stellatum L.
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Fabaceae
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Trifolium repens L.
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Fabaceae
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Triticum ovatum (L.) Raspail
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Poaceae
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Tussilago farfara L.
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Asteraceae
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Ulmus minor Mill
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Ulmaceae
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Urtica dioica L.
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Urticaceae
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Urtica urens L.
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Urticaceae
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Vicia cassubica L.
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Fabaceae
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Vicia cracca L.
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Fabaceae
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Vicia villosa Roth.
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Fabaceae
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Vinca minor L.
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Apocinaceae
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Viscum album L.
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Santalaceae
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Zannichellia palustris L.
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Cymodoceaeceae
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Xanthium italicum Moretti.
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Asteraceae
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Xanthium spinosa L.
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Asteraceae
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1.4. INQUADRAMENTO FAUNISTICO
Scrivere qui un testo di sintesi sugli aspetti di maggio interesse faunistico di ciascun sito, riassumendo dai paragrafi che seguono.
1.4.1. LE CONOSCENZE FAUNISTICHE PREGRESSE
Riportare qui una "storia dell'esplorazione faunistica", esaminando e commentando la bibliografia e le altre fonti consultate (collezioni museali, monografie, ecc.).
1.4.2. METODOLOGIA ADOTTATA PER L'INQUADRAMENTO FAUNISTICO
Riportare qui i metodi utilizzati per l'esplorazione faunistica, specificando i gruppi tassonomici su cui si è focalizzata maggiormente l'attenzione ed i motivi per cui sono state compiute determinate scelte metodologiche. Il testo che segue, esemplificativo, può essere utilizzato come canovaccio per la redazione del presente paragrafo, tagliando o integrando determinate parti di esso.
Di seguito si riportano le principali metodologie di campo adottate per il rilevamento delle specie animali presenti nel/nei SIC, suddivise per gruppi tassonomici.
MAMMIFERI
Le informazioni sulla presenza della maggior parte dei Mammiferi sono state ricavate attraverso l’esame di borre di rapaci (micromammiferi) o attraverso l’esame di tracce o altri segnali che si possono rinvenire in natura, inequivocabilmente identificabili.
Per quanto riguarda specificatamente i Chirotteri, sono stati effettuati censimenti bioacustici nei siti ritenuti di maggiore interesse che potevano essere possibili roost e presso gli habitat di foraggiamento individuati nell’area. Sono state scelte alcune stazioni strategiche presso cui effettuare i censimenti sonori all’ora del tramonto, quando i chirotteri escono dai rifugi, in modo da accertarne la presenza degli individui e identificarne le specie. Sono state inoltre scelte alcune stazioni negli habitat di alimentazione presenti all’interno del/dei SIC.
I segnali d’ecolocalizzazione emessi dai chirotteri contattati in volo, sono stati captati con un bat detector D980 (Pettersson Elektronic AB, Uppsala) in divisione di frequenza e immediatamente convertiti con la modalità in espansione temporale, il segnale in uscita è stato registrato su cassette Sony Metal XR, collegando il bat detector con un registratore portatile (Sony Professional Walkman WM-D6C). I segnali registrati sono stati successivamente analizzati con il programma Bat Sound 1.0 (Pettersson Elektronic AB, Uppsala), che mostra gli spettrogrammi dei segnali. Dallo spettrogramma sono stati estrapolati i dati caratteristici del segnale in esame e, una volta inseriti in un database di riferimento, sono stati confrontati con segnali di nota identità (cfr. RUSSO & JONES, 2002). Il confronto statistico ha fornito l’identità del segnale incognito e il grado di attendibilità del risultato. Per avvalorare i dati, si è posto un valore minimo di attendibilità del risultato (80%), al di sotto del quale i risultati ottenuti sono stati invalidati.
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