Ana səhifə

Изследване на взаимоотношението растение-патоген при блатното кокиче


Yüklə 3.57 Mb.
səhifə5/5
tarix24.06.2016
ölçüsü3.57 Mb.
1   2   3   4   5

6. ИЗВОДИ





  1. Установено е значително популационно вариране на образците не само в различните находища, но и между образците в едно и също находище, както по отношение на външни фенотипни белези, така и по отношение на алкалоидното им съдържание.

  2. При in vitro култивирането на блатно кокиче, редуването на среди Lp и МВ9 позволява много бързо размножаване, нарастване и вкореняване на луковички от блатно кокиче.

  3. Установеноа е възможността за продължително съхранение на блатно кокиче при in vitro условия (поне 12 месеца) при ниски положителни температури (40С) без да се загуби тяхната жизнеспособност.

  4. Наблюдава се обратна зависмост между количеството въглехидрати в средата (захароза, глюкоза и малтоза) и натрупването на галантамин в in vitro култури от блатно кокиче.

  5. Идентифицирани са общо 19 алкалоида в in vivo и in vitro луковици от различни популации чрез GC-MS анализ, които принадлежат към галантаминовия, ликориновия, хемантаминовия и хомоликориновия тип алкалоиди, както и тираминов тип протоалкалоиди. В in vitro материала са идентифицирани 6 от алкалоидите, като преобладават галантамин и ликорин.

  6. Галантаминовото съдържание в in vivo луковиците варира в широки граници – от 28 до 2104 µg/g суха маса. При in vitro културите съдържанието на галантамин варира от следи до 454 µg/g.

  7. Доказано е ендогенно присъствието на ендофитни бактерии в in vitro материал от блатно кокиче чрез сканираща електронна микроскопия.

  8. Установено е взаимодействието между изкуствено заразени in vitro луковички от различни клонове на блатно кокиче с 4 от идентифицираните изолати. Въз основа на процента заразени луковички, изолатите се подреждат в следната последователност: Изолат 3 (Serratia plymutica) – заразява над 80% от инокулираните експланти; Изолат 1 (Serratia plymutica) – заразява около 20 %., Изолат 5 (Rahnella aquatilis) – 20%; Изолат 6 (Bacillus subtilis) – под 10% засегнати експланти.

  9. Чрез GC-MS анализ на изкуствено заразени луковички с 4 бактериални изолата и на саммите изолати са установени 95 вещества.

  10. Въз основа на метаболитните профили чрез РСА е извършено групиране на пробите, при което се вижда разделяне както между растителни и бактериални проби, така и вътрешно разделяне в групата на растителните проби.

  11. Установено е, че метаболитните профили на луковици от блатно кокиче, заразени с изолати 1 (Serratia plymutica) и 5 (Rahnella aquatilis) почти не се различават от тези на контролите. При растенията заразени с изолат 6 (B.subtilis) се наблюдава повишение на въглехидрати и аминокиселини, което предполага стимулира фотосинтезата на растенията от страна на бактерията. S. plymutica (изолат 3), е силно агресивна бактерия, която асимилира повечето въглехидрати и аминокиселини и бързо разгражда тъканите на растението.



7. ПРИНОСИ





  1. Обследвани са 33 естествени находища на блатно кокиче (L. aestivum L.) в България, които са маркирани чрез GPS система и картографирани. Две от находищата на блатно кокиче (Вельов вир и Тутракан) се съобщават за първи път.

  2. За първи път са изолирани и характеризирани патогенни, бактериални изолати от луковици на блатно кокиче (10 изолата), 7 от които са идентифицирани чрез секвенционен анализ.

  3. Седемте идентифицирани бактериални изолата принадлежат към 4 вида: Serratia plymuthica, Rahnella aquatilis, Bacillus subtilis и Stenotrophomonas maltophilia. И четирите вида до сега не са съобщавани като растителни патогени.

  4. Веществата метилтирамин, хордеин и сангвинин се съобщават за първи път при Leucojum aestivum.

  5. Създадена е ex situ и in vitro колекции от блатно кокиче (L.aestivum L.), включваща клонове от всички изследвани популации на територията на България.

  6. Разработени са ефективни протоколи за въвеждане и размножаване на блатно кокиче при in vitro условия чрез прилагане на “twin-scales-метод.

  7. Оптимизирана е техника за изкуствено заразяване на луковици при in vitro условия.



Литература:

  1. Ризванов К., Тосков Н., Цирков Й., 1977. Ръководство за лабораторни упражнения по микробиология, София, Земиздат, с. 32-35

  2. Стефанов Ж., 1989. Еколого - биологични и фитохимични проучвания върху естествените популации и интродуцирани произходи от блатно кокиче (Leucojum aestivum L.) в България; Дисертация

  3. Adams R. P., Habte M., Park S. and Dafforn M. R., 2004. Preliminary comparison of vetiver root essential oils from cleansed (bacteria- and fungus-free) versus non-cleansed (normal) vetiver plants, Biochemical Systematics and Ecology 32(12), p. 1137-1144

  4. Ando Y., 2003. Development of an experimental model for the evaluation of in planta colonization of nitrogen-fixing endophytes in rice plants JIRCAS Research Highlights

  5. Apistharnthanarak A., Fraser V. J., Dunne W. M., Little J. R , Hoppe-Bauer J., Mayfield J. L., et al., 2003. Stenotrophomonas maltophilia intestinal colonization in hospitalized oncology patients with diarrhoea. Clin Infect Dis. 37, p.1131–1135.

  6. Berg G., 2000. Diversity of antifungal and plant-associated Serratia plymuthica strains. J. Appl. Microbiol. 88, p. 952–960.

  7. Berg G., Marten P., and Ballin G., 1996. Stenotrophomonas maltophilia in the rhizosphere of oilseed rape—occurrence, characterization and interaction with phytopathogenic fungi., Microbiol. Res. 151, p.19-27

  8. Bergstrom G. C. and da Luz W. C, 2005. Biocontrol for plants with Bacillus subtilis, Pseudomonas putida, and Sporobolomyces roseus., Cornell Research Foundation, Inc., USA. US Patent App., p. 24.

  9. Berkov S.; Bastida J.; Viladomat F.; Codina C., 2011, Development and validation of a GC-MS method for rapid determination of galanthamine in Leucojum aestivum and Narcissus ssp.: a metabolomic approach.;Talanta 2011;83(5) p.455-65.

  10. Berkov, S. and Pavlov, A., 2004, A rapid densitometric method for the analysis of hyoscyamine and scopolamine in solanaceous plants and their transformed root cultures; Phytochemical Analysis, 15: 141–145.

  11. Berkov S., Sidjimova B., Evstatieva L. and Popov S., 2004. Intraspecific variability in the alkaloid metabolism of Galanthus elwesii., Phytochemistry, 65 (5), p. 579-586.

  12. Bertea C., Camusso W., 2002. Anatomy, biochemistry, and physiology., In: Maffei, M. (Ed.), Vetieria, The Genus Vetiveria. Taylor & Francis, London, p. 19–43

  13. . Caroff N., Chamoux C., Le Gallou F., Espaze E., Gavini F., Gautreau D., Richet H., and Reynaud A., 1998. Two epidemiologically related cases of Rahnella aquatilis bacteremia., Eur. J. Clin. Microbiol. Infect. Dis. 17, p.349-352.

  14. Diop M.F., Ptak A., Chretien F., Henry M., Chapleur Y., Laurain-Mattar D., 2006. Galanthamine content of bulbs and in vitro cultures of Leucojum aestivum L., Nat. Prod. Commun. 1(6), p. 475-479.

  15. Dragassaki M., Economou A.S. and Vlahos J.C., 2003. Bulblet Formation In Vitro and Plantlet Survival Extra Vitrum in Pancratium maritimum L., Acta Hort. 616, p. 347- 352.

  16. Dupraz J.M., Christen P., Kapetandis I., 1994. Tropane alkaloids in transformed roots of Datura quercifolia. , Planta medica 60 (2), p. 158-162.

  17. Elgorashi E. E., Drewes S. E. and Van Staden J., 2002. Organ-to-organ and seasonal variation in alkaloids from Crinum macowani., Fitoterapia 73(6), p. 490-495.

  18. Fowler M.W., 1983. Commercial application and economic aspects of mass plant cell culture. In: mantel SH & Smith H (Eds) Plant Biotechnology (p75-108). Cambridge University Press, Cambridge

  19. Ivanov I., Berkov S., Pavlov A. (2009) Improved HPLC method for determination of Amaryllidaceae alkaloids, Biotechnology and Biotechnological Equipment,23 SE,p. 809- 813

  20. King Е.О., Ward M.K., Raney D.E., 1954. Two simple media for the demonstration of pycocyanin and fluorescin., J. Lab. Clin. Med. 44, p. 301-303.

  21. Kinnersley A. M. and Henderson W. E., 1988. Alternative carbohydrates promote differentiation of plant cells., Plant Cell, Tissue and Organ Culture 15 (1), р 3-16

  22. Klement Z., 1963. Rapid detection of pathogenicity of phytopathogenic pseudomonads. Nature, London 199, p. 299-300.

  23. Klement Z., Rudolph, K. and Sands, D.C., eds., 1990. Methods in Phytobacteriology., Akademiai Kiado, Budapes.

  24. Kloepper J.W., Zablotowicz R. M., Tipping E. M., Lifshitz R., 1991. Plant growth promotion mediated by bacterial rhizosphere colonizers. In: The rhizosphere and plant growth. Keister, D. L., Cregan, P. B. (eds.), Kluwer Academic Publ., Dordrecht.

  25. Kobayashi S., Kihara M., Yyasa K., Imakura Y., Shingu T., Kato A., Hashimoto T., 1985. Alkaloidal Constituents of Leucojum asetivum L. (Amaryllidaceae)., Chem. Pharm. Bull. 33, p. 5258-5263.

  26. Kreh M., Matusch R., and Witte L., 1995. Capillary gas chromatography-mass spectrometry of Amaryllidaceae alkaloids., Phytochemistry 38, p. 773-776.

  27. Murashige T., Skoog F., 1962. A revised medium for rapid growth and bioassay with tobacco tissue culture., Physiol. Plant. 15, p. 473-492.



  28. Pavia M. and Janick J., 1983. In vivo and in vitro production of alkaloids in Theobroma cacao L., Acta Horticulturae 131, p.249-273.

  29. Pare´, P.W., Farag, M.A., Krishnamachari, V., Zhang, H., Ryu, C.M.,Kloepper, J.W., 2005, Elicitors and priming agents initiate plant defense responses. Photosynthesis Research, 85, 149–159.

  30. Pavlov A, Berkov S, Courot E., Gocheva T., Tuneva D., Pandova B., Georgiev M., Georgiev V., Yanev S., Burrus M. and Ilieva M. ., 2007, Galanthamine production by Leucojum aestivum in vitro systems. Process Biochemistry 42, 734-9.

  31. Ponsonnet, C. and Nesme X. 1994. Identification of Agrobacterium strains by PCR-RFLP analysis of pTi and chromosomal regions., Arch. Microbiol. 161: 300-309.

  32. Popov Y.G. and Cherkasov, O.A., 1984. Rapid In Vitro Propagation of Some Bulbous Species of The Family Amaryllidaceae., Sel' Skokhozyaistvennaya Biologiya 4, p. 76-79.

  33. Ramos JM, Fernández Roblas R, Gadea I, Cuenca-Estella 1995. Nocosomially adquired bacteremia caused by Serratia plymuthica. Clin Microbiol Newsletter 17: 156-157.

  34. Rao K. V. and Narasu M.L., 1999. Factors affecting in vitro production of artemisin, In : P B Kavi Kishore (ed) Plant Tissue Culture and Biotechnology - Emerging Trends, Universities Press Ltd., Hyderabad, India. p.249-260

  35. Rudolph, K., Roy, M.A., Sasser, M., Stead, D.E., Davis, M. Swings, J., and Gosselé, F. ,1990. Isolation of bacteria. In: Methods in Phytobacteriology, Ch. 1.4. Z. Klement, K. Rudolph, and D.C. Sands, eds. Akadémiai Kiadó, Budapest.

  36. Sellés M., Bergoñón S., Viladomat F., Bastida J. and Codina C., 1997. Effect of sucrose on growth and galanthamine production in shoot-clump cultures of Narcissus confusus in liquid-shake medium., Plant Cell Tiss. Org. Cult. 49, p. 129-136.

  37. Suau R., Gуmez A., Rico R., Vаzquez-Tato M., Castedo L., Riguera R., 1988. Alkaloid N-oxides of Amaryllidaceae. Phytochemistry 27 p. 3285–3287.

  38. Vázquez-Flota F., Moreno-Valenzuela O., Miranda-Ham M. L., Coello-Coello J. and Loyola-Vargas V.M., 1994. Catharanthine and ajmalicine synthesis in Catharanthus roseus hairy root cultures., Plant Cell, Tissue and Organ Culture 38 (2-3), р. 273-279

  39. Viano, J., Gaydou, E., Smadja, J., 1991. Sur la presence de bacteries intracellulaires dans les racines du Vetiveria zizanioides (L.) Staph. Rev. Cytol. Biol. Veget. Bot. 14, 65–70.

  40. Vivas J., González J. A., Barbeyto L., Rodríguez L. A., 2000. Identification of Environmental Serratia plymuthica Strains with the New Combo Panels Type 1S., Mem. Inst. Oswaldo Cruz, Rio de Janeiro,. 95(2), p 227-229

  41. Wijnsma R., Verpoorte R., Harkes P.A.A., Van Vliet T. B., Hoopen H.J. and Svendse A.B., 1986. Тhe influence of initial sucrose and nitrate concentrations on the growth of Cinchona ledgeriana cell suspension cultures and the production of alkloids and anthraquinones, Plant Cell, Tissue and Organ Culture, 7(1), p21-29

  42. Zhang H., Xie X., Kim M., Kornyeyev D. A., Holaday S., Paré P. W., 2008, Soil bacteria augment Arabidopsis photosynthesis by decreasing glucose sensing and abscisic acid levels in planta; The Plant Journal, 56, 2, 264–273


Публикации, свързани с дисертацията:

  1. Georgieva L., Berkov S., Kondakova V., Bastida J., Viladomat F., Atanassov A., Codina C. (2007) Alkaloid Variability in Leucojum aestivum from Wild Populations , Z. Naturforsch., 62c, p.627-635.

  2. Berkov S., Georgieva L.,. Kondakova V , Atanassov A., Viladomat F., Bastida J, Codina C. PLANT SOURCES OF GALANTHAMINE: PHYTOCHEMICAL AND BIOTECHNOLOGICAL ASPECTS (2009), Biotechnology & Biotechnological Equipmen Volume 23, Number 2, p.1170-1176

  3. Georgieva L,. Atanassov A,. Davidkova L, Kondakova, V (2010) Long-term in vitro storage and multiplication of Leucojum aestivum L., Biotechnol. & Biotechnol. Eq. 24/3 p.1950-1954


Благодарности:
Изказвам искрени благодарности на научната ми ръководителка доц. д-р Виoлета Кондакова за неоценимата помощ. във всеки един от етапите на подготовка на дисертационния ми труд.

Изключително съм признателна на доц. д-р Стахил Берков за огромната методична помощ и консултации относно фитохимичните анализи.

Благодаря на колегите си от група”РастителниГенетични ресурси” за тяхната помощ, подкрепа и приятната атмосфера по време на работа.

Искрено съм благодарна на Лиляна Давидкова, която ме въведе в техникте за in vitro култвиране на блатно кокиче и други растения.

Значителна помощ получих от Ивайла Динчева и гл. ас. д-р Илиян Баджаков на различни етапи от моята работа, за което им благодаря съдечно.

Изказвам благодарности за възможността за съвместна работа с д-р Мария Стоянова от ИЗР, Костинброд.

Благодаря на Ръководството на АБИ за предоставените ми възможности и условия за работа.

Благодаря на всички колеги от Агробиоинститут за вниманието, напътствията и критичните бележки относно изготвянето на настоящата дисертация.



Не на последно място, искрени благодарности за разбирането и търпението, което прояви моето семейство.


1   2   3   4   5


Verilənlər bazası müəlliflik hüququ ilə müdafiə olunur ©atelim.com 2016
rəhbərliyinə müraciət